YALEPIC^® 特殊细胞专用DNA转染试剂-LFDS

YALEPIC^® LFDS特殊细胞专用DNA转染试剂 正是针对这一痛点而研发。本产品基于先进的阳离子聚合物技术平台，兼具“高效复合”与“快速释放”两大核心能力——在转染初期，LFDS能够高效包裹质粒DNA形成稳定复合物，保护DNA免受核酸酶降解；进入细胞后，又能迅速释放DNA入核，确保高效的基因表达。这一独特分子设计，使LFDS在BMDC、4T1、CT26等多种公认的难转染细胞中均能达到极高的转染效率。在操作便捷性方面，LFDS表现尤为出色：转染复合物形成后可直接加入含有血清和抗生素的完全培养基中，转染前后全程无需更换培养基，极大简化了实验操作流程，同时降低了因频繁换液带来的细胞损伤和污染风险。产品经严格的质控体系生产，批次稳定性优异，转染结果重现性高，可满足从基础科研到大规模实验验证的多样化需求。

• 范围广：适用于多种细胞类型和不同分子的导入，转染试剂普适性好；
• 高效性：可以快速高效地将DNA递送到细胞中；
• 低毒性：毒性极低，不会对细胞造成显著损伤或死亡；
• 稳定性：试剂稳定性好，不易受环境、温度等因素影响；
• 操作方便：可用无血清培养基稀释质粒，转染过程中无需换液；
• 可重复性：瞬转后效果稳定，平行实验重复性好。

（一）已验证适用细胞系

（二）适用的核酸类型

• 质粒DNA（常规表达质粒、报告基因质粒、CRISPR/Cas9质粒）

（三）适用的实验类型

• 基因瞬时过表达实验
• 基因敲除/敲降与功能验证实验
• 蛋白质表达与纯化
• 启动子活性分析及报告基因检测
• 慢病毒/逆转录病毒包装辅助质粒共转染

常温运输，2~8℃ 保存，不可冷冻。

Q1：YALEPIC^® LFDS转染试剂适用于哪些难转染细胞？

A：LFDS转染试剂经验证对多种公认的难转染细胞均有优异的转染效果，主要包括：BMDC（骨髓来源树突状细胞）、4T1（小鼠乳腺癌细胞）、CT26（小鼠结肠癌细胞）、DC2.4（树突状细胞系）等。此外，该试剂对常规贴壁细胞（如HEK293、HeLa、CHO、NIH/3T3）同样具有高效转染能力。对于其他未列出的细胞类型，建议先通过预实验进行适用性验证，通常可在24孔板中以0.5~1.0μg质粒DNA和1~2μL LFDS的比例进行梯度测试，以确定最佳转染条件。

Q2：LFDS转染试剂可以转染siRNA或mRNA吗？

A：LFDS是专门针对质粒DNA转染优化的试剂，设计目标是将质粒DNA高效递送至难转染细胞中，实现稳定的基因表达。如需进行siRNA/mRNA转染，推荐使用雅礼生物的YALEPIC^® DNA/RNA通用型转染试剂-LFDR3，该产品在DNA、siRNA和mRNA转染方面均有优化设计。需要说明的是，质粒DNA转染和RNA转染的分子机制和试剂配方需求存在显著差异，建议根据不同核酸类型选择对应的专用试剂，以获得最优实验效果。

Q3：转染时培养基中是否可以含有血清和抗生素？

A：可以。这是LFDS转染试剂的核心优势之一，转染复合物形成后可直接加入含有血清（通常为10% FBS）和抗生素的完全培养基中，无需使用无血清条件进行转染。传统脂质体转染试剂（如Lipofectamine 2000/3000）对血清高度敏感，必须在无血清条件下形成复合物并维持至转染过程结束，操作繁琐且对细胞状态影响较大。而LFDS基于阳离子聚合物技术平台，其转染复合物稳定性更高，可直接在完全培养基环境中高效工作，转染前后无需换液，极大简化了实验流程，同时保证了高转染效率和低细胞毒性。

Q4：转染复合物形成后可以放置多久？

A：建议LFDS-DNA复合物形成后在室温下孵育10~15分钟即可加入细胞，不宜长时间放置。复合物形成后应在30分钟之内完成细胞添加，以确保最佳的转染活性。复合物放置时间过长可能导致颗粒聚集或活性下降，从而影响转染效率。如需在转染当天提前制备多组复合物，建议将复合物置于冰上短暂保存（不超过1小时），但最稳妥的操作是按实验批次分批制备，即配即用。不宜将转染复合物过夜保存或冷冻保存。

Q5：转染前需要更换培养基吗？转染后需要换液吗？

A：转染前无需换液。 直接将制备好的LFDS-DNA复合物滴加到培养孔中即可。但需注意：若细胞培养时间较长、培养基已明显变色（如由红色变为橙黄色），说明培养基中pH已下降或代谢产物累积，建议在转染前1~2小时更换新鲜完全培养基（保持含血清抗生素），以维持细胞最佳状态。

转染后无需换液。 LFDS-DNA复合物加入后可直接与细胞共培养至检测时间点，无需在转染数小时后更换新鲜培养基。这一特性显著降低了因频繁换液带来的操作难度和污染风险，尤其适用于高通量实验。对于细胞毒性敏感的实验体系，也可选择在转染后4~6小时更换培养基，但通常并非必需。

Q6：如何确定最佳的DNA与LFDS用量比例？

A：LFDS转染试剂的最佳DNA:LFDS比例因细胞类型和质粒大小而异。推荐的起始优化范围为DNA用量 0.5~1.0 μg（以24孔板计）：LFDS用量 1~3 μL，即比例范围为1:1至1:3（μg DNA:μL LFDS）。建议进行梯度预实验：

• 固定DNA用量0.75 μg/孔，测试LFDS用量1 μL、1.5 μL、2 μL、2.5 μL、3 μL

• 转染后48小时检测报告基因表达（如EGFP荧光或Luciferase活性）

• 同时观察细胞形态和活力，选择转染效率最高且细胞毒性最低的条件作为最佳比例

转染效率不仅受DNA:试剂比例影响，还取决于细胞状态、培养条件等多种因素，通过预实验确定适合您具体实验体系的最优条件是十分必要的。

Q7：转染效率低怎么办？可以从哪些方面排查优化？

A：当观察到转染效率不理想时，建议按以下优先级逐一排查优化：

① 细胞状态检查：使用低代次细胞（传代次数<30代）、确保细胞处于对数生长期，转染时汇合度控制在60%~80%，细胞活力应>90%。建议转染前24小时进行细胞铺板，以保证细胞充分贴壁和恢复–。

② DNA质量检查：质粒DNA应通过内毒素去除纯化（推荐使用去内毒素的质粒提取试剂盒），A260/280比值应在1.8~2.0之间，电泳条带清晰无降解。DNA溶液应无菌且无蛋白残留。内毒素水平过高会显著抑制转染效率并增加细胞毒性。

③ 比例优化：在推荐范围内（DNA 0.5~1.0 μg: LFDS 1~3 μL）进行更精细的比例梯度实验，某些细胞类型可能需要更高的试剂用量。

④ 复合物形成条件：确保用无血清培养基（如Opti-MEM）稀释DNA和LFDS试剂，稀释混合后室温孵育10~15分钟，不要超过30分钟。

⑤ 孵育时间：如转染后24~48小时检测表达，部分细胞类型可能需要更长的表达时间（如72小时），建议在不同时间点进行检测，找到最佳的检测窗口。

Q8：LFDS试剂的细胞毒性如何？与传统转染试剂相比有何优势？

A：LFDS转染试剂采用优化的阳离子聚合物技术，相比传统脂质体转染试剂（如Lipofectamine 2000/3000）具有显著更低的细胞毒性。多项研究表明，脂质体转染试剂在高浓度或长时间处理时往往表现出明显的细胞毒性，导致细胞形态改变、活力下降，尤其对于敏感的原代细胞和难转染细胞影响更为显著–。而LFDS依托其独特的分子释放机制，能够快速释放DNA入核，减少转染复合物在细胞内的滞留时间，从而降低对细胞代谢和活力的干扰。实验数据显示，在同等转染效率条件下，LFDS处理后的细胞活力显著高于传统脂质体试剂，尤其适用于对毒性敏感的实验体系（如原代细胞、干细胞、神经细胞等）。

Q9：LFDS转染试剂如何正确储存？有效期是多久？

A：LFDS转染试剂的正确储存与妥善使用是保证转染效率的关键：

储存条件：

• 到货后应立即存放于 2~8℃ 冰箱中，避光保存
• 严禁冷冻（-20℃或更低温度会使试剂失活，不可逆转）

有效期：

• 自生产之日起 12个月，详见包装标签标注
• 开封后建议在 6个月内 使用完毕

使用注意事项：

• 每次使用前应充分混匀（可温和涡旋震荡或上下颠倒10次），确保试剂均一性
• 使用后立即盖紧瓶盖并放回2~8℃保存
• 避免反复长时间开盖，长时间暴露于室温或空气中可能影响试剂活性
• 试剂长期保存后若出现轻微沉淀，属于正常现象，充分混匀后可正常使用

Q10：LFDS转染试剂使用前的准备工作和关键注意事项有哪些？

A：为确保获得最佳的转染效果，请在操作前确认以下准备工作：

细胞准备：

• 细胞状态良好、无污染、传代次数<30代
• 转染前18~24小时铺板，转染时细胞汇合度达到60%~80%
• 转染前更换新鲜完全培养基（含血清抗生素）可进一步提高效率

试剂准备：

• LFDS试剂在室温平衡10~15分钟后再使用
• 使用前充分混匀
• 稀释用培养基推荐Opti-MEM或无血清DMEM/RPMI1640，避免使用含血清的培养基稀释

复合物制备：

• 务必用无血清培养基分别稀释DNA和LFDS后再混合
• 直接混合DNA与LFDS原液会导致不均匀的颗粒形成，影响转染效率
• 孵育时间控制在10~15分钟，不超过30分钟
• 复合物形成后应尽快加入细胞中，放置时间不宜过长

安全操作：

• 操作时请穿戴实验服、手套，在生物安全柜中进行
• 转染操作涉及质粒DNA，请遵守实验室生物安全规范